Was Auberginengelb verursacht: Erfahren Sie mehr über das Auberginen-Tabak-Ringspot-Virus


Von: Mary Ellen Ellis

Auberginen mit Tabak-Ringspot können vollständig gelb werden und absterben, sodass Sie für die Saison keine Ernte mehr haben. Sie können diese Viruserkrankung verhindern und kontrollieren, indem Sie Schädlinge bekämpfen, resistente Sorten verwenden und eine gute Gartenhygiene praktizieren.

Was verursacht Auberginengelb?

Das Tabak-Ringspot-Virus wird oft als Gelb bezeichnet, wenn es Auberginen infiziert. Dies liegt daran, dass die Symptome eine Gelbfärbung der Blätter und schließlich der gesamten Pflanze umfassen, wenn die Infektion schwerwiegend ist.

Obwohl das Tabak-Ringspot-Virus nach Tabak benannt ist, kann es viele verschiedene Pflanzen befallen, die in Ihrem Gemüsegarten wachsen können, darunter:

  • Tomaten
  • Kartoffeln
  • Gurken
  • Pfeffer
  • Aubergine

Das Virus wird von Dolchnematoden verbreitet, aber auch infizierte Samen und Pflanzenreste tragen zur Ausbreitung der Krankheit bei.

Anzeichen einer Auberginen-Gelb-Krankheit

Das Ringspot-Virus in Auberginen ist weitgehend durch eine Gelbfärbung der oberen Blätter gekennzeichnet. Die Blätter können auch eine weiß werdende Farbe zeigen. Mit der Zeit, wenn sich die Infektion verschlimmert, vergilben die unteren Blätter und schließlich wird die gesamte Pflanze gelb und stirbt ab.

In anderen Pflanzen verursacht das Virus eher ein fleckiges oder mosaikartiges Muster, aber die Auberginen-Gelb-Krankheit wird hauptsächlich durch die Blattvergilbung identifiziert.

Verwalten des Auberginen-Tabak-Ringspot-Virus

Dieses Virus und die daraus resultierende Infektion können nicht nur für Ihre Auberginen sehr schädlich sein. Es betrifft mehrere verschiedene Gemüsesorten. Wenn Sie es also in Ihren Auberginen haben, können andere Pflanzen in Ihrem Garten anfällig für die Infektion sein. Praktiken wie das Erhalten von qualitativ hochwertigem, krankheitsfreiem Saatgut oder die Verwendung von Auberginensorten, die gegen das Tabak-Ringspot-Virus resistent sind, können Ihnen dabei helfen, die Krankheit überhaupt nicht in Ihrem Garten zu haben.

Wenn Sie an der Krankheit leiden und Anzeichen von Gelb in Ihren Auberginen sehen, können Sie einige Maßnahmen ergreifen, um sie zu behandeln. Zerstören Sie betroffene Pflanzen, bevor sie andere Pflanzen infizieren können. Halten Sie außerdem Ihr Gartenkraut frei, da es mehrere Unkräuter gibt, die das Virus beherbergen können.

Es kann auch hilfreich sein, Maßnahmen zur Bekämpfung von Nematoden im Boden zu ergreifen. Dies kann eine Begasung des Bodens zur Abtötung der Schädlinge beinhalten. Schließlich können Sie versuchen, die Pflanzen zu wechseln, indem Sie einige Jahre lang keine für das Virus anfälligen Pflanzen verwenden, bevor Sie die Auberginen wieder anbauen.

Dieser Artikel wurde zuletzt aktualisiert am

Lesen Sie mehr über Auberginen


Auberginen-Gelb-Krankheit - Wie man Auberginen mit Tabak-Ringspot-Virus verwaltet - Garten

Diese Ausgabe schließt die 2000er Serie von Kentucky Pest News (KPN) ab und markiert das Ende des 25. Jahres der Aufnahme von Krankheitsinformationen in KPN. Das Hauptziel war es, rechtzeitig Informationen über erwartete und auftretende Krankheiten in Kentucky bereitzustellen. Kommentare (positiv oder kritisch) zu KPN (dh Format, Thema, Berichterstattung, Aktualität usw.) können an KPN-Autoren gerichtet werden: John Hartman, William Nesmith, Don Hershman und Paul Vincelli, Extension Plant Pathologists Paul Bachi und Julie Beale, Pflanzendiagnostiker. Die oben genannten Autoren schätzen die Bemühungen von Kollegen, die gemeinsam Themen in KPN und Pat Yancey für das Schreiben, Korrekturlesen und Übertragen von KPN verfasst haben.

Die letzte Ausgabe von KPN 2000 enthält wie die letzten Ausgaben der Vorjahre einen Index aller Themen der Pflanzenkrankheit, die im laufenden Jahr behandelt wurden. Der Index ist nach Ernte oder anderem Thema alphabetisch sortiert. Nach jeder Ernte wird jede Krankheit, die im letzten Jahr besprochen wurde, mit den entsprechenden Ausgabenummern aufgelistet. Die KPN-Ausgabenummern in Klammern () beziehen sich auf eine Auflistung der Kultur oder Krankheit im Abschnitt "Highlights des Diagnoselabors". Wir wünschen jedem unserer Leser einen fröhlichen Urlaub und Frieden und Wohlstand im Jahr 2001. (Hartman, Nesmith, Hershman, Vincelli, Bachi, Beale und Yancey).

Cercospora Blattfleck - (898)
Kälte- / Frostverletzung - 881
Überlegungen zur Krankheit im Zusammenhang mit der Frühjahrspflanzung von Luzerne - 871
Fusarium Kronenfäule - (887)
Leptoblattfleck - 886, (887), (899)
Pythiumwurzelfäule - 886
Rhizoctonia Stammkrebs - (893), (898)
Sclerotinia Kronenfäule - (878)
In Luzerne im letzten Jahr gesät - 878
Ergebnisse aus Adair County - 890
Frühlingsschwarzer Stiel der Luzerne - 881
Stemphylium-Blattfleck - 891
Sehr aktiver Mehltau in Rotklee im Süden von Kentucky - 882

Mais - Bestimmte Ohr- und Stielfäule zeigt sich - 893
Diplodia ohrfäule - (893), 897
Krankheitsupdate - 888
Fusarium Ohrfäule - (898)
Grauer Blattfleck - (889), (893), (894), (895), (898)
Richtlinien für das Pflanzen von Maishybriden mit grauer Blattfleckenresistenz - 873
Chlorotisches Zwergvirus von Mais - (890)
Maiszwergmosaikvirus - (890)
Ernährungsprobleme - (888)
Düngerbrand - (887)
Mangantoxizität - (887)
Zinkmangelsymptome - (884), (886), (887)
Bestäubungsprobleme - (895)
Pythiumwurzelfäule - (886), (887)
Registrierung von Quadris - (901)
Rust - (888), (890), (891), (893), (894)
Schmutz - (888)
Südliche Blattfäule - (894)
Stielfäule - Stenocarpella-Stielfäule - (899)
Gibberella-Stielfäule - (898), (901)
Schwere Unterbringung der unteren Stiele auf den Feldern - (897)
Stielfäule und BT-Mais - (900)
Aufgrund der weit verbreiteten Probleme mit der Stielfäule sollten die Produzenten jetzt nachspähen - (898)
Stewarts Welke - (884)
Stinkbug-Verletzung - (888)
Viruskomplex - (898)
Sorghum - Maiszwergmosaik - (894)
Virusepidemien bei süßem Sorghum - 894

BLÜHENDE JAHRES- UND JAHRHUNDERTE, GEWÄCHSHAUS-VERZIERUNGEN, HAUSPLANER UND BODENABDECKUNGEN

Begonie - Bakterienfleck - (890), (894)
Botrytis-Seuche - (878)
Spinnmilben und Botrytis-Seuche - (877)
Chrysantheme - Bakterienblattfleck - (897)
Botrytis-Seuche - (896)
Pythiumwurzelfäule - (888), (893), (894)
Rhizoctonia Wurzelfäule - (891)
Taglilie - Pythium - (898)
Rhizoctonia Wurzelfäule - (898)
Delphinium - Fusarium Stammfäule - (889)
Epimedium - Bakterienfleck - (894)
Fuchsie - Wachstumsregulatorschaden - (877)
Geranie - Bakterienfäule - (894), (895)
Pseudomonas Blattfleck - (892)
Pythiumwurzelfäule - (882)
Gewächshausblumen - Grauschimmel und Mehltau - (902)
Heuchera - Bakterienfleck - (898)
Hibiskus - Cercospora Blattfleck - (901)
Stockrose - Rost - (880)
Hosta - Südliche Stängelfäule - (889)
Impatiens - Bakterienfleck - (896), (897)
Ethylenexposition - (873)
Übermäßig hochlösliche Salze - (873)
Nekrotisches Fleckvirus - (881)
Rhizoctonia Wurzel- und Stammfäule - (887), (888), (891), (892), (894), (897), (898)
Iris - Bakterielle Weichfäule - (881)
Heterosporium-Blattfleck - (884), (889)
Blattfleck - (880), (883)
Efeu - Bakterienfleck - (874), (879), (889), (891), (894)
Jack-in-the-Kanzel - Rust - (884)
Lavendel - Schwarze Wurzelfäule - (879)
Lilie - Rhizoctonia Stamm und Wurzelfäule - (890)
Liriope - Anthracnose - (879)
Ringelblume - Alternaria Blattfleck - (897)
Rhizoctonia Stammfäule - (888)
Orientalische Lilie - Rhizoctonia Stammfäule - (887)
Pachysandra - Volutella-Seuche - (897), (899)
Stiefmütterchen - Schwarze Wurzelfäule - (897)
Hoher PH - (873)
Pythiumwurzelfäule - (899)
Pfingstrose - Anthracnose - (884)
Botrytis-Seuche - (880)
Cladisporium spot - (884), (898)
Petunie - Schwarze Wurzelfäule - (892)
Botrytis-Seuche - (878)
Impatiens nekrotisches Fleckvirus - (881)
Pythiumwurzelfäule - (897)
Rhizoctonia Stamm und Wurzelfäule - (888), (890), (892)
Phlox - Südliche Stammfäule und Krebs - (890)
Weihnachtsstern - Botrytis-Seuche - (896), (897)
Pythiumwurzelfäule - (901)
Schorf - (897)
Lila Sonnenhut - Fusarium Kronenfäule - (884)
Ranunkel - Falscher Mehltau - (877)
Rose - Botrytis-Seuche - (888)
Schwarzer Fleck - (880), (884), (887), (892)
Phytophthora Wurzelfäule - (891)
Mehltau - (886), (887), (895)
Rosenmosaikvirus - (877), (884), (887)
Rosenrosette - (880), (897), (898)
Rudbeckia - Bakterienblattfleck - (895)
Löwenmaul - Rhizoctonia Stammfäule - (889)
Vinca - Botrytis-Seuche - (892)
Impatiens nekrotisches Spotvirus - (898)
Phytophthora - (892)
Rhizoctonia Stammfäule - (887), (889), (892)
Südliche Seuche - (898)
Viola - Rhizoctonia Stammfäule - (887)
Yucca - Coniothyrium-Blattfleck - (879)
Zinnie - Rhizoctonia Stammfäule - (887)

Apfel - Bittere Fäule - (893)
Zedernapfelrost - (884), (890), (893), (894), (895)
Feuerbrand - (884), (887), (895)
Blatt- und Stängel- / Gefäßprobleme - (888)
Frogeye-Blattfleck - (890), (893)
Nekrotischer Blattfleck - (894)
Mehltau - (878)
Scab - (879), (881), (884), (890)
Rußiger Fleck - (895)
Septoria Blattfleck - (893)
Frühlingsfrostverletzung - (894)
Verticillium welken - (893)
Brombeere - Anthracnose - (881), (891)
Orangenrost - 879, (880), (881)
Tomaten-Ringspot-Virus - (890)
Kirsche - Bakterienkrebs - (898)
Traube - Anthracnose - (887), (890)
Schwarzfäule - (884), (884), (887), (888), (890), (891), (892)
Kronengalle - (893), (893)
Stock- und Blattfleckenkrankheiten - (884)
Management von Fruchtkrankheiten vor der Ernte - (891)
Stachelbeere - Mehltau - (894)
Nektarine - Braunfäule - (887)
Orientalische Fruchtmottenschäden - (887)
Pfirsichblatt-Locke - (880)
Birne - Feuerbrand - (894)
Pfirsich - Braunfäule - (894), (898)
Pfirsichblatt-Locke - (879), (880)
Scab - (895), (898)
Birne - Korkfleck - (893)
Feuerbrand - (880), (884)
Pflaume - Bakterienfleck - (895)
Schwarzer Knoten - (874), (881)
Blumeriella Blattfleck - (890)
Pflaumentaschen - (883), (884)
Pflaumenpockenvirus eine Bedrohung für Kentucky? - (870)
Himbeere - Anthracnose - (898)
Phytophthorawurzel und Kronenfäule - (892)
Erdbeere - Anthracnose - (882)
Blattfleckenkrankheiten - (886)
Mycosphaerella-Blattfleck - (887), (888)
Septoria Blattfleck - (901)
Krankheitsbekämpfung mit Strobilurin-Fungiziden - (882)
Wie werden Obstkrankheiten auf die Dürre von 1999 reagieren? - (869)
Wetterdaten für Apple IPM abrufen - (873)
Problematische Baumfrucht-Sommerkrankheiten - (889)
Das jüngste Wetter beeinflusst Apfel- und Holzapfelkrankheiten - (877)
Kulturelle Winterpraktiken zur Bekämpfung von Baumfruchtkrankheiten - (871)

FUNGIZIDE UND PESTIZIDE

Bayleton 50 erhält Etikett für grauen Blattfleck - (885)
Fungizide Bekämpfung des grauen Blattflecks - (880)
Mehrere Fungizide, die nicht mehr für den Rasen zu Hause verfügbar sind - (873)

Hafer - Gerstengelber Zwergvirus - (879)
Wahrscheinliche Auswirkungen der Dürre von 1999 auf das künftige Krankheitspotential bei Getreidekulturen - (869)

LANDSCHAFTSBÄUME UND SCHRUBBEN

Azalee - Blatt- / Blumengalle - (883), (886)
Asche - Anthracnose - (881), (883)
Gelb - (894), (898), (899)
Berberitze - Mehltau - (886)
Verticillium welken - (887), (891)
Holunder - Phyllosticta Blattfleck - (884)
Buchsbaum - Schwarze Wurzelfäule - (898)
Phytophthora Wurzelfäule - (898)
Mehltau - (895)
Kastanie - Phytophthora Wurzelfäule - (891)
Nadelbäume - Trockenstress - (873), (874)
In Schwierigkeiten - (894)
Holzapfel - Mehltau - (877)
Scab - (882), (885), (892)
Kreppmyrte - Mehltau - (895)
Hartriegel - Anthracnose - (886), (894)
Krankheiten treten auf - (885)
Mehltau - (888), (888), (891), (892), (894), (895)
Spot Anthracnose - (880), (884)
Ulme - Holländische Ulmenkrankheit - (894)
Englischer Lorbeer - Bakterienfleck - (891)
Euonymus - Mehltau - (884), (895)
Weißdorn - Zedernquittenrost - (887), (889), (893)
Hemlock - Trockenstress - (874)
Geißblatt - Mehltau - (884)
Rosskastanie - Guignardia-Blattfleck - (891)
Hortensie - Cercospora Blattfleck - (897)
Inkberry - Schwarze Wurzelfäule - (878)
Efeu - Blattflecken - 890
Japanische Stechpalme - Schwarze Wurzelfäule - (879)
Wacholder - Zeder-Apfel-Rost - (877)
Trockenstress - (876)
Phomopsis Zweigfäule - (877)
Zweigfäule - (884)
Londoner Flugzeug - Bakterielle Blattsengung - (897), (899)
Magnolie - Verticillium welk - (892)
Ahorn - Anthracnose - (881), (882), (883), (884), (886), (887)
Bakterielle Blattsengung - (899), (901)
Verticillium welken - (884), (886), (893)
Maulbeere - Cercosporella Blattfleck - (898)
Nektrienkrebs - (897)
Eiche - Antinopelte Blattfleck - (901)
Bakterielle Blattsengung - (895), (896), (897), (898), (899), (901)
Werden Injektionen Eichen retten - (901)
Hypoxylon-Krebs - (890)
Blattblase - (884), (891)
Mehltau - (901)
Photinia - Entomosporium-Blattfleck - (880), (888), (901)
Kiefer - Kiefer verwelkt - (876)
Trockenstress - (876)
Befall mit Kiefernnadelschuppen - (877)
Spitzenfäule - (877), (901)
Pyracantha - Scab - (894)
Redbud - Verticillium welk - (884), (887), (899)
Rhododendron - Pestalotia, das in sonnen- / windgeschädigte Blätter eindringt - (877)
Phytophthora Krone und Wurzelfäule - (899)
Sonnenbrand - (876)
Stressbedingte Symptome - (876)
Smoketree - Verticillium welk - (894)
Sourwood - Cercospora Blattfleck - (898)
Fichte - Cytospora-Krebs - (873), (874)
Trockenstress - (876)
Bergahorn - Anthracnose - (881)
Viburnum - Bakterienblattfleck - (898)
Vinca - Stängelfäule - (887)
Walnuss - Verursachende Welke im Garten - (895)
Weide - Botryosphaeria Krebs - (890)
Kronengalle - (894)
Dieback - (890)
Yellowwood - Anthracnose - (893)
Eine Kentucky-Konferenz über Baumwurzeln und Bodengesundheit - (898)
Bakterielle Blattsengung ist jetzt sichtbar - (898)
Das bakterielle Feuchtholz- und Schleimflussmittel unterscheidet sich vom Winterschnitt-Saftfluss - (872)
Tote oder sterbende Landschaftsbäume - (883)
Krankheitsmanagement mit IPM in der Heimatlandschaft - (875)
Wie werden Landschaftspflanzen auf die Dürre von 1999 reagieren? - (869)
Landschaftspflanzen in der Pflanzendiagnose-Werkstatt beobachtet - (887)
Landschaftspflanzen werden jetzt gesehen - (881)
Workshops zur Gesundheit von Landschaftspflanzen im Juli und August - (888)
Phytophthorawurzel, Krone und Kragenfäule - (896)
Problembäume und Baumprobleme - wie Sie Ihre diagnostischen Fähigkeiten verbessern können - (885)
Stress- und Herbizidschäden an verschiedenen Sträuchern und Bäumen in der Landschaft - (878)
Schattenbaum Anthracnose in der Landschaft - (876)
Pflanzenkrankheiten in Waldlandschaften - (894)

Bermudagrass - Bipolaris-Blattfäule - (890)
Hochsommeranbau zur Reduzierung des Frühlingstotpunkts - (890)
Rhizoctonia Kronenfäule - (886)
Bentgrass - Anthracnose - (892), (895)
Sommerpflaster - (892)
Rhizoctonia - (876)
Bluegrass - Anthracnose - (896)
Brauner Fleck - (891)
Nekrotischer Ringspot - (882), (884)
Alte Rasenflächen mit verschiedenen Krankheiten - (878)
Pythium - (891)
Rust - (886), (894), (898)
Sommerpflaster - (889), (898)
Bromgras - Mehltau - (880)
Schwingel - Anthracnose - (886)
Brauner Fleck - (888), (889), (890), (891), (895), (896)
Blattfleck - (880)
Loser Schmutz - (893)
Rust - (893), (894)
Obstgartengras - Brauner Streifen - (886), (893)
Blattstreifen (Cercosporidium) - (879)
Ryegrass-Anthracnose - (898)
Brauner Fleck - (890)
Grauer Blattfleck - (895), (898)
Kontrollvorschläge der letzten Woche gelten für Golfplätze - (881)
Kulturelle Praktiken zur Minimierung - (876)
Auf mehrjährigem Weidelgras nachgewiesen - (894)
Noch keine Berichte - (893)
Rust - (886), (893)
Sudex - Fusariumwurzel und Stängelfäule - (899)
Rasengras - Anthracnose - (884)
Aktive Krankheiten - (891)
Nekrotischer Ringspot - (884)
Pythiumwurzelfäule - (893)
Jüngste Krankheiten - (889)
Rhizoctonia Wurzelfäule - (884)
Schleimpilze - (889)
Take-All-Patch - (893)
Gelber Fleck - (873)
Zoysiagrass - Großer Fleck - (886)
Krankheitskontrolle für Renovierung und Übersaat - (894)
Ergot-Risiko bei hohem Schwingel, der sät - (887)
Rost- und Feenringe sind auf einigen Rasenflächen sehr auffällig - (901)
Schleimpilze: Rückgabe des Kleckses - (885)
Rasenfeldtag für den 13. Juli festgelegt - (889)
Update zum Bioobjektsystem zur biologischen Kontrolle des Dollar-Spots - (879)

Diagnosetipps für dürrebedingte Probleme - (869)
Ginseng - Alternaria-Seuche - (887)
IR-4-Programm - Nationales Programm zur Bereitstellung von Schädlingsbekämpfungslösungen für Kulturpflanzen mit geringer Nutzung - (900)
Lumineszierende Pilze - (900)
Mulch - Schleimpilze - (889)
Wildpilze - essen oder nicht essen - (900)

Pekannuss - Krankheiten, die jetzt auftreten - (892)
Scab - (888), (892)
Walnuss - Phytophthora Wurzel und Kronenfäule - (895)

Anthracnose - (898)
Holzkohlefäule - (897), (898), (901)
Falscher Mehltau - (897)
Frogeye Blattfleck - (897)
Fusarium-Stammfäule - (888), (892), (893), (894)
Hohe Bohnenblattkäferpopulationen könnten in dieser Saison mehr Bohnenschotenflecken bedeuten - (886)
Phytophthora-Seuche - (893)
Kaliummangel - (895)
Lila Samenfleck - (901)
Pythiumwurzelfäule - (889)
Rhizoctonia Wurzel- und Stammfäule - (888), (889), (891), (892), (893), (894)
Wurzelknotennematode - (898)
Südliche Seuche - (891)
Sojabohnen-Zystennematode - (896), (897), (898)
Befall oft versteckt - (890)
Bewirtschaftung von Sojabohnen mit doppelter Ernte - (888)
Stammkrebs - (897), (898)
Stammkrebs oder plötzliches Todessyndrom? - (893)
Plötzliches Todessyndrom - (895), (896), (897), (898), (899)
Explosion - (895)
Update - (896)

Actigard-Kennzeichnung verzögert - Vorsicht bei Demonstrationsplots - (883)
Von Blattläusen übertragener Viruskomplex - (893), (894), (895), (896)
Alfalfa-Mosaikvirus - (891)
Winkelblattfleck - (886), (888), (889), (890), (891), (892)
Bakterielles schwarzes Bein, hohler Stiel und weiche Fäule - (878), (886), (894), (895)
Schwarzwurzelfäule - (886), (887), (889), (890), (893)
Schwarzer Schaft - (881), (884), (886), (887), (888), (889), (890), (891), (892), (894), (895)
Blauer Schimmel - (888), (889), (890), (891), (892), (893), (893), (894), (895)
Brauner Fleck - (891)
Chemische Verletzung - (884)
Kälte- / Frostverletzung - (881)
Aktueller Status der blauen Form - (875), (877), (878), (880), (881), (883), (884), (886), (888), (890), (891), ( 892), (895)
Schäden durch Saugerkontrollchemikalien - (893)
Umgang mit Schimmel beim Härten von Tabak - (898)
Krankheitskontrolle in Tabaktransplantationsproduktionssystemen - Ernte 2000 - (873)
Dürre von 1999 - (869) Wirkung der Zugabe von Terrazol 35-Fungizid zum Schwimmerwasser auf die Transplantatentwicklung, die Pythiumkontrolle und den Ernteertrag von Burley-Tabak - KY 14 - (879)
Bewertung von Ridomil Gold und Ultra Flourish zur Kontrolle des schwarzen Schafts in Burley-Tabak - (874)
Düngerbrand - (884)
Blattchemikalienoptionen für Tabakkrankheiten auf dem Feld - Saison 2000 - (890)
Frogeye - (891), (892)
Fusarium basale Stammfäule - (887), (889), (891)
Fusarium welk - (889), (890), (892), (893), (894)
Wärmebelastung - (884)
Herbizidverletzung - (886)
Hohe Alkalität - (877)
Hochlösliche Salze - (877)
Geringe Fruchtbarkeit - (877)
Blitzschaden - (895)
Mangantoxizität - (886), (887), (891)
Neues Fungizid zur Pythiumkontrolle in Tabakschwimmerbetten - (879)
Ernährungs- / chemische Probleme - (889)
Pythiumwurzelfäule - (878), (879), (880), (881), (882), (883), (884), (887)
Rhizoctonia-Dämpfung - (878), (880)
Wurzelknotennematode - (890)
Sklerotinienkragen und Kronenfäule - (880), (882)
Soreshin - (888), (889), (890), (891), (892), (893), (894)
Zielpunkt - (879), (880), (881), (882), (883), (884), (886), (887), (888), (890), (892), (893) (895)
Vorübergehender Phosphormangel - (886)
Die Planung der Bekämpfung von Tabakkrankheiten sollte Priorität haben - (902)
Tabakprobleme nach dieser längeren Nassperiode - (887)
Tabak-Ringspot-Virus - (886)
Tabakstreifenvirus - (886), (889), (890)
Tomatenspotted Wilt Virus - (886), (887), (889), (890), (891), (892), (894)
Transplantationsschock - (886)
Tray-Hygiene - ein wichtiger Schritt zum Krankheitsmanagement in Float-Transplantations-Produktionssystemen - (870)
Viren - (888)

Spargel - Fusarium Kronenfäule - (880), (882)
Basilikum - Fusarium Stammkrebs - (882)
Bohnen - Fusarium-Stängel verrottet - (887), (888), (889), (892)
Rhizoctonia - (887), (888), (892)
Rost - (894)
Brokkoli - Weichfäule - (901)
Kohl - Rhizoctonia - (882), (896), (898)
Cantaloupe -Alternaria-Blattfäule - (892)
Bakterienwelke - (888), (892), (893)
Fusarienwurzel und Stängelfäule - (889)
Gummistammfäule - (889)
Gurke - Anthracnose - (891)
Bakterienfleck - (891)
Bakterienwelke - (889), (894)
Fusarium verwelken - (879)
Rhizoctonia Stammfäule - (887)
Südliche Seuche - (891)
Cushaw - Fusarium Fruchtfäule - (898)
Aubergine - Frühfäule - (889)
Grünkohl - Pythium-Dämpfung - (881)
Kopfsalat - Sklerotinien - (880)
Okra - Stinkbug Schaden - (897)
Verticillium welken - (897)
Oregano - Bakterienblattfleck - (890)
Pfeffer-Alfalfa-Mosaikvirus - (891)
Anthracnose - (896), (897)
Bakterienfleck - (888), (889), (890), (893), (895)
Rhizoctonia Stammfäule - (889)
Kartoffel - Schorf - (895), (899)
Kürbis - Winkelblattfleck und Viruskomplex - (893)
Bakterienfruchtfäule - (899)
Bakterienwelke - (892), (894)
Gummistielfäule - (895)
Mikrodochiumfäule - (894)
Mehr Aufmerksamkeit für die Seuchenbekämpfung durch Landwirte in Kentucky erforderlich - (893)
Phytophthora Fruchtfäule - (897), (899)
Mehltau - (895), (896)
Viruskomplex - (895)
Rhabarber - Kronenfäule (Erwinia) - (879)
Kürbis - Bakterienfruchtfäule - (899)
Bakterienwelke - (886), (888), (889)
Phytophthora Fruchtfäule - (899)
Bestäubungsprobleme - (888)
Wassermelonenmosaikvirus II - (889)
Zuckermais - Erwarten Sie Stewarts Welke - (876)
Tomate - Anthracnose - (896)
Astergelb - (889)
Bakterienkrebs - (889)
Bakterielle Marknekrose - (895)
Bakterielle Weichfäule - (887)
Bakterienfleck - (883), (884), (886), (887), (888), (889), (893), (894)
Bakterienfleck - (886), (890), (893), (894)
Bakterienwelke - (888), (891)
Blütenendfäule - (893)
Rosskastanienfäule - (889)
Katzengesicht - (892)
Gurkenmosaik - (892)
Frühe Seuche - (887), (889), (892), (893), (894), (896)
Ethylenexposition - (873)
Fusarium Stammfäule - (888)
Fusarium welk - (887), (888), (891), (893)
Impatiens nekrotisches Fleckvirus - (881)
Mosaikvirus - (874)
Pythium - (876)
Wurzelknotennematode - (889), (894)
Sclerotinia - (883), (884)
Septoria Blattfleck / Fleck - (886), (887), (889), (891), (892)
Südliche Stammfäule - (889), (891)
Sauerfäule - (897)
Tomatenspotted Wilt Virus - (887), (888), (889), (890), (891), (894)
Walnusswelke - (888)
Wassermelone - Alternaria Blattfäule - (888)
Schwarze Wurzelfäule - (888)
Kommerzielles Gemüse - (869)
Strategien zum Krankheitsmanagement für Tabakproduzenten wurden zu Gemüsebauern - (871)
Fungizide sind besonders wichtig, um die Gemüseproduktion zu senken - (896)
Diagnose von Krankheiten und Störungen kommerzieller Gemüsepflanzen - (882)
Hausgarten-Krankheitsmanagement - (880)
Nova auf Kürbis zur Bekämpfung von Mehltau markiert - (890)

Gerstengelber Zwerg - (880), (882), (884)
Geändertes Bild des Weizenblatt-Fungizids für die Saison 2000 - (871)
Kälte- / Frostverletzung - (881)
Korrektur - (872)
Krankheitsupdate - (883)
Umwelt- und Ernährungsprobleme - (874), (876)
Fusarium-Kopfschädling (Kopfschorf) in Bezug auf Bodenbearbeitung und vorherige Ernte - (899)
Hüllspelzenfleck - (886)
Blattfleck - (883)
Mehltau - (874), (880), (882), (884)
Mehltau? - 876 Management: Jetzt ist die Zeit für Entscheidungen - (898)
Bodengetragenes Mosaikvirus - (881)
Spindelstreifen-Mosaikvirus - (876), (880), (881), (882), (883), (884)
Take-all - (881), (883), (884), (885)
Weizenstreifen-Mosaikvirus - (878), (879), (880), (881), (882), (883), (884)
Epidemie - (879)
Überlegungen zur Krankheit nach Zerstörung von Weizen - (880)

ENTOMOLOGIE

Sprühdrift - 874
Tipps - 874

GARTEN- UND FELDPFLANZEN

Alfalfa-Schädlinge - 871, 873, 885, 888, 894, 895, 897
Alfalfa-Rüsselkäfer - 873
Blattläuse - 874, 877, 887
Armeewurm - 881, 882, 883
Bohnenblattkäfer - 884, 886
Bienen - 891
Blasenkäfer - 894
Brown stink bug - 886
Bt Corn - 870, 879, 886, 890, 898, 900
Budworm - 887
Hummeln - 891
Burrower Bugs - 885, 887
Maisflohkäfer - 874
Maiskolben - 896, 896
Maisschädlinge - 873, 874, 879, 882, 883, 885, 886, 887, 888, 890, 891, 893, 894, 896, 897, 898, 899, 900
Maiswurzelbohrer - 883
Grillen - 895
Fruchtfolge - 899
Cutworms - 877, 879, 882
Europäischer Maiszünsler - 882, 886, 887, 888, 890, 891, 894, 897, 898
Fallarmeewurm - 890, 895
Flohkäfer - 874, 877, 879
Fulfill (Pymetrozin) - 874
Gartenreinigung - 893
Gentechnisch veränderte Pflanzen - 870
Heuschrecken - 887, 888, 889 895
Grüner Kleewurm - 889
Hornissen - 891
Hornworm - 887, 888
Japanischer Käfer - 889, 890, 892
Mehlwürmer - 885
Mehlwurmkäfer - 885
Mexikanischer Bohnenkäfer - 895
Tausendfüßer - 872
Nördliche Maiswurzelwürmer - 899
Einfleckiger Stinkbug -
Papierwespen -891
Pillenwanzen - 872
Kartoffelblattzikaden - 871, 885, 888
Uferfliegen - 876
Schnecken - 872, 887
Sorghum Mücke - 889
Südlicher Maiswurzelkäfer - 895
Südwestlicher Maiszünsler - 873, 886, 888, 890, 893, 894, 897, 898
Sojabohnenblattläuse - 900
Sojabohnenschädlinge - 882, 884, 885, 886, 887, 889, 896, 900
Sojabohnen-Podworm - 896
Spined Soldier Bug - 886
Gefleckter Gurkenkäfer - 895
Stielbohrer - 887
StarLink - 898, 899
Stinkbug - 888
Dreieckiger Luzerne-Trichter - 897
Tabakblattläuse - 888, 890, 892
Tabakknospenwurm - 887
Tabakpestizide - 874
Tabakschädlinge - 872, 876, 877, 881, 882, 887, 888, 890, 891, 892
Tomatenhornwürmer - 890
Wespen - 891
Westlicher Maiswurzelbohrer - 899
Weizen Curl Milbe - 878
Weizenschädlinge - 869, 873, 878, 880, 885
Weizenlagerung - 885
Winterkornmilben - 869, 873, 8870
Drahtwürmer - 877
Gelbe Jacken - 891
Gelb gestreifter Armeewurm - 887

Apfelmaden fliegen - 891
Apfelpestizide - 874
Kastanienkäfer - 892
Codling Motte - 874, 878, 885, 901
Danitol 2.4 EC - 874
IPM - 878
Nusskäfer - 892
Pekannusskäfer - 892
San Jose Skala - 877, 901
Pheromonfallen - 877
Rednecked Rohrbohrer - 884

Asiatische Marienkäfer - 900
Rote importierte Feuerameisen - 900

Ameisen - 892
Asiatischer Marienkäfer - 899
Boxelder Bugs - 872
Zimmermannsameisen - 883
Zimmermannsbienen - 878
Teppichkäfer - 901
Kleidermotte - 901
Kleemilben - 884
Grillen - 895
Dursban - 886
Hausstaubmilben - 869
Fremdkornkäfer - 891
Fruchtfliegen - 895
Kopfläuse - 870
Läuse - 870
Milben - 884
Mücken - 889
Schädlingsfest für Ihr Zuhause - 898
Termiten - 876, 880
Gelbe Jacken - 897

MENSCHLICHE, ÖFFENTLICHE GESUNDHEITSWESEN

Chiggers - 882
Lone Star Tick - 896
Zecken - 882, 896

In Schulen - 875
Apple - 878

Bienen - 875
Zikadenkillerwespen - 890
Kleemilbe - 872, 877
Regenwurm - 872,
Fliegen - 896
Galls - 883
Honigbienen - 875
Japanische Käfer - 887, 895
Ahorngallen - 883
Maskierter Käfer - 887, 895
Stuckateur Biene - 875
Schneeflöhe - 872
Springschwänze - 872
Weiße Maden - 895
Winterkornmilben - 872
Hofbienen - 875
Gelbe Jacken - 896

Bot fliegt - 900
Rinderläuse - 872
Rindermaden - 872, 892
Gemeinsame Rindergrube - 892
Hirsch fliegt - 883
Ohrmarken - 881
Gesichtsfliege - 881
Fliegenkontrolle - 883
Hornfliege - 881
Pferdebots - 900
Pferdefliegen - 883
Stubenfliegen - 883
Läuse - 872
Nördlicher Viehbestand - 892
Nördliche Geflügelmilbe - 881
Stabile Fliegen - 883

Bagworm - 883, 884
Schwarze Raupen - 894
Boxelder Bugs - 898
Bronze Birkenbohrer - 884
Kalikoskalen - 878
Cecropia Mottenraupe - 894
Hartriegelbohrer - 884
Östliche Zeltraupe - 879
Flachkopf-Appletree-Bohrer - 884
Galls - 883
Hickory gehörnter Teufel - 894
Hickory Tussock Motte - 894
Honigheuschreckenbohrer - 884
Honigheuschrecken-Pflanzenwanzen - 879
Hawthorn Lace Bug - 879
Lederflügel - 897
Fliederbohrer / Kleiner Pfauenbaumbohrer - 879
Mai Käfer - 881
Eichengallen - 883
Eichenwürmer - 894
Austernschalenskala - 879
Sattel-Raupe - 894
Schnecken - 878
Soldatenkäfer - 897
Stechende Rosenraupe - 894
Venentasche Galle - 883
Radwanzen - 895
Weiße Maden - 881
Gelbhalsraupen - 894

Südliche Kiefernkäfer - 873

Kartoffelkäfer - 884, 887
Maisflohkäfer - 877
Gurkenkäfer - 887, 892
Cutworms - 877
Diamondback Motte - 877
Ohrwürmer - 885
Europäischer Maiszünsler - 892
Fallarmeewurm - 892
Flohkäfer - 877
Importierter Kohlwurm - 877
Milben - 891
Hygiene - 893
Südwestlicher Maiszünsler - 892
Kürbisbohrer - 885
Zweifleckige Spinnmilbe - 891

Acephate - 873
Applikatorgesetz - 899
BT Mais - 898
Verbraucherkennzeichnungsinitiative - 875
Danitol 2,4 EC = 874
Disyston - 871
Dursban - 886, 887
Erfüllen - 874
IPM in Schulen - 875
IR-4-Programm - 900
Etiketten - 875
Methamidophos - 873
Monitor - 871
Orthene - 871
Organophosphat-Insektizide - 873
Pestizidetiketten im Internet - 871
StarLink - 898


Oregons unerwünschteste: Invasive Arten

Symptome des Pflaumenpockenvirus bei Pfirsichfrüchten, einschließlich Ringe und Flecken von ungleichmäßiger Farbe. Mit freundlicher Genehmigung des Ministeriums für Landwirtschaft, Ernährung und ländliche Angelegenheiten von Ontario. © Queen's Printer für Ontario, 2010. Wiedergabe mit Genehmigung.

Invasive Arten sind Pflanzen, Tiere und Mikroben, die nicht in einer Region beheimatet sind und bei versehentlicher oder absichtlicher Einführung einheimische Arten um verfügbare Ressourcen konkurrieren, sich vermehren und Regionen und Ökosysteme dominieren. Da sie häufig ohne Begleitung ihrer einheimischen Raubtiere in neuen Gebieten ankommen, kann es schwierig sein, invasive Arten zu kontrollieren. Unkontrolliert haben viele dieser Organismen das Potenzial, ganze Ökosysteme zu verändern, da einheimische Arten und solche, deren Nahrung, Schutz und Lebensraum von ihnen abhängen, verschwinden.

Der Oregon Invasive Species Council hat eine Liste der 100 am wenigsten gesuchten Arten erstellt. Diese Organismen drohen jederzeit einzudringen, und die verfügbaren Informationen ermöglichen es uns, vorherzusagen, dass sie schwerwiegende negative wirtschaftliche oder ökologische Auswirkungen haben würden, wenn sie sich im Staat etablieren würden. Die Ausrottung sollte ernsthaft in Betracht gezogen werden, wenn beginnende Populationen gefunden werden. Die Kosten für die Tilgung dürften viel geringer sein als die mit der Betriebsstätte verbundenen Auswirkungen. Diese Liste wird jährlich aktualisiert. Wenn Sie den Verdacht haben, eine der 100 am wenigsten gesuchten Arten gesehen zu haben, rufen Sie die Invasive Species Hotline 1-800-INVADER (1-800-468-2337) an.

Die Liste besteht aus Mikroorganismen, Wasserpflanzen, Landpflanzen, wirbellosen Wassertieren, wirbellosen Landtieren, Fischen, Vögeln und Säugetieren. Im Folgenden sind nur die pflanzenparasitären aufgeführt:

Pilze und pilzartige Organismen

Erlenwurzelfäule - Phytophthora alni - 1993 wurde in Großbritannien über eine neue Kragenfäule bei Erlen in Europa berichtet (Alnus spp.). Es wurde eine Phytophthora isoliert, die einen Hybridenschwarm zwischen zwei Phytophthora-Arten umfasst: P. cambivora und a Phytophthora in der Nähe von P. fragariae. Diese beiden Elternarten wurden wahrscheinlich in Europa eingeführt. Es ist auch kein Erlenpathogen, d. H. Das Hybridisierungsereignis kann zu einer neuen Wirtsspezifität geführt haben. Das Ereignis ist wahrscheinlich neu und es wurde vermutet, dass es in einer Kindergartenumgebung stattgefunden hat. Die Hybriden breiten sich jetzt in ganz Europa aus, wahrscheinlich hauptsächlich über befallene Pflanzen. Einige Proben aus Süd-Zentral- und Innenalaska waren 2008 positiv für diesen Pilz.

Chalara-Absterben von Asche - Chalara fraxinea (Hymenoscyphus pseudoalbidus) - Diese kürzlich beschriebene Pilz-Esche tötet sich schnell in ganz Europa und wurde 2012 erstmals in Großbritannien gemeldet. Fraxinus excelsior, F. angustifolia, F. mandschurica , F. nigra, F. pennsylvanica und F. Americana sind Berichten zufolge alle anfällig für die Krankheit. Die Anfälligkeit von Oregons einheimischer Asche, F. latifolia, ist unbekannt. Obwohl der Lebenszyklus des Pilzes kaum bekannt ist, werden Ascosporen gewaltsam freigesetzt und dann vom Wind verteilt, was eine schnelle Ausbreitung ermöglicht. Die Symptome treten zunächst als kleine nekrotische Flecken auf Blättern, Blattstielen oder Rachisen auf. Die Läsionen vergrößern sich und dehnen sich entlang der Blattstiele und Rachisen in das Stammgewebe aus. Junge Bäume sind am anfälligsten für den schnellen Tod, während ältere Bäume Jahre brauchen können, um zu sterben. Andere Symptome sind Blattnekrose, Welken, vorzeitiges Abwerfen, Krebs an Trieben und Hauptstielen und Absterben der Zweige. Es sind keine Behandlungen bekannt, sobald ein Baum infiziert ist, obwohl vereinzelte Hinweise darauf hinweisen, dass einige einzelne Bäume möglicherweise resistent sind.

Eichenwelke - Ceratocystis fagacearum - Eichenwelke wurde in 21 Staaten im zentralen Teil Nordamerikas gefunden. Eichenwelke wurde auch in Texas und New York gemeldet - außerhalb des Hauptbereichs. Es wurde erstmals 1944 in Wisconsin als wichtige Krankheit erkannt, wo mehr als die Hälfte der Eichen getötet wurden. In West Virginia, wo überwiegend Eichenwälder 70% der Landfläche bedecken, betragen die Eichenwelkenverluste durchschnittlich weniger als einen Baum pro Quadratmeile pro Jahr. Es ist keine Eichenart bekannt, die gegen diese Gefäßerkrankung immun ist. Auf Plantagen angebaute chinesische Kastanien können auch auf natürliche Weise mit dem Eichenwelkenpilz infiziert werden. Darüber hinaus haben Inokulationsexperimente gezeigt, dass über 35 einheimische und exotische Eichen sowie amerikanische und europäische Kastanien, Chinkapin-, Tanoak- und verschiedene Apfelsorten anfällig sind.

Potato wart — Synchytrium endobioticum – A soilborne fungal parasite which is an obligate parasite of certain members of the order Solanaceae with potato ( Solanum tuberosum ) being the only cultivated host. In Mexico some wild Solanum species are also known as hosts. Has been found in Asia (Bhutan, China, India, Lebanon, Nepal), Africa (Algeria, South Africa, Tunisia), Europe (All countries, except Portugal where it was eradicated), North America (Canada [NFLD], USA [eradicated], Mexico), Pacific (New Zealand’s south island), and South America (Bolivia, Chile, Falkland Is., Peru, Uruguay). On October 24, 2000, the Canadian Food Inspection Agency (CFIA) confirmed the presence of potato wart disease in a single field in Prince Edward Island (P.E.I.) and took immediate steps to prevent its spread. This was the first occurrence of potato wart in an agricultural area outside of Newfoundland and Labrador, where a plant quarantine has been in place since 1912.

Disease not yet named — Phytophthora kernoviae – A fungus-like organism found only in the United Kingdom, Ireland, and New Zealand infecting Fagus sylvatica (beech), Rhododendron spp., Quercus robur (English oak), Quercus ilex (holm Oak), Gevuina avellana (Chilean hazelnut), Liriodendron tulipfera (tulip tree), Magnolia stellata , Michelia doltsopa , Pieris formosa and Vaccinium myrtillus . The pathogen was discovered during surveys for P. ramorum and causes similar symptoms on these hosts. It has been found in both nurseries and landscapes. The United Kingdom has an active eradication program in place that includes removal and destruction of entire infected plants including their root balls.

Ramorum canker and blight (Sudden Oak Death) — Phytophthora ramorum – A fungus-like organism that infects over 60 plant genera and 100 plant species, killing hosts such as tanoak ( Notholithocarpus densiflorus ) and Japanese larch ( Larix kaempferi ), and injuring others such as rhododendron ( Rhododendron species). This pathogen is subject to state and federal quarantines designed to contain the disease and prevent its further spread. The disease was first reported to cause leaf blight, stem canker, and tip dieback on nursery-grown rhododendrons and viburnums in Germany and the Netherlands in 1993. At about the same time, many tanoaks and oaks ( Quercus sp.) in the San Francisco Bay Area were dying from this same disease. In Oregon, the fungus was found killing tanoak in a few isolated sites just north of Brookings, OR during the summer of 2001. Since the initial discovery, the disease is considered established and Oregon has focused on limiting spread in Curry County through early detection, monitoring, and eradication of symptomatic tanoak trees. Despite these efforts, the quarantine area in Curry County has expanded many times since 2001 from 9 sq. miles to over 500 sq. miles. The rate of disease spread increased most dramatically in 2014 requiring the quarantine area to nearly double in 2015.

In the spring of 2003, the disease was discovered in a wholesale nursery in Oregon on Pieris , Viburnum , and Rhododendron and in Washington at a retail outlet affiliated with the Oregon nursery. These and nearby host plants were destroyed. An international shipment of rhododendrons was suspected as the source of contamination for these nurseries. The disease has since been detected in nurseries in California, Oregon, Washington, and other several other states. A federal certification program for nurseries has been in place since 2004 to prevent disease spread through infected nursery stock.

The disease was also discovered in a botanical garden landscape on the north end of Bainbridge Island, WA in 2015. Several plants including were infected with the NA-1 clone including Camellia, Gaultheria, Mahonia, Pieris, Rhododendron, Vaccinium, Viburnum and Vinca. Although eradication was completed it is suspected that the pathogen will persist and efforts are focused on containment.

Bacteria and Similar Organisms

Annual ryegrass toxicity — Rathayibacter toxicus – This bacterial pathogen found in Australia, South Africa, Japan, and New Zealand infects annual ryegrass and other grasses with the aid of a nematode vector ( Anguina funesta ). The bacterium infects the seed heads, replacing the seed with a hardened yellow gall made up of bacterial cells. The bacterium also produces a toxin that is deadly to livestock, causing a disease known as ryegrass staggers. The best control method is preventing the introduction of this bacterium so Oregon has adopted a state quarantine for this disease.

Bacterial Blight of Grape — Xylophilus ampelinus – This bacterial disease, limited to grapevines, is found primarily in Europe and South Africa with unconfirmed reports from other continents. Status in South Africa is unknown as it does not occur frequently and it is now listed as eradicated from Turkey. Severe infection of susceptible cultivars can lead to serious harvest losses. Natural dispersal is limited to the vineyard and the immediate area. This disease is liable to be carried on infected grapevine planting material. Further spread could lead to severe economic losses especially since no efficient control measures are known. The bacteria attack the vascular system causing shoot blights and cankers and occasionally leaf spots. Symptoms are observed in early spring to June. Initially, linear reddish-brown streaks appear, extending from the base to the shoot tip then, lens-shaped cracks and cankers develop, sometimes as deep as the pith. Shoots subsequently wilt, droop and dry up. In cases of severe infection, a large number of adventitious buds develop, but these quickly die back. Infected shoots are shorter, giving the vine a stunted appearance. Cross-sections of stems will reveal browning of the tissues. Leaves may develop angular, reddish-brown lesions margins or the entire leaf may die. Light-yellow bacterial ooze may be seen on infected leaves when humidity is high. May be confused with Phomopsis cane and leaf spot as well as a few other diseases.

Hazelnut bacterial canker — Pseudomonas avellanae ( P. syringae pv. coryi ) – The bacterium causes a hazelnut decline and is currently present in about 1,000 out of the 20,000 hectares of hazelnut orchards in central Italy. It has also been found in northern Greece. The main symptoms include the rapid wilting of twigs, branches and trees during spring and/or summer. Characteristically, the leaves remain attached to the twigs after their withering.

Elm Yellows — Candidatus Phytoplasma ulmi – This disease, also called Elm Phloem Necrosis, is caused by an organism similar to a bacterium called a phytoplasma. This ultra-microscopic pathogen only survives in cells of an infected plant or its insect carriers. The whitebanded leafhopper is one of the known carriers of the EY phytoplasma, but there may be other phloem-feeding insects that are carriers. Leafhoppers pass the phytoplasma into phloem cells while they feed, and soon after, all of the phloem in a tree is infected and dies. The tree responds outwardly by wilting, often within one growing season. It occurs in the eastern half of the US and in southern Ontario, erupting in localized epidemics.

Poplar canker — Xanthomonas populi – Only Populus species are affected. It occurs mainly in Europe but reports from Asia are doubtful. Found naturally in wild Populus tremula , but is more damaging to hybrids of Populus canadensis . Other highly susceptible species include Populus trichocarpa, Populus deltoides and Populus tremuloides , which are commonly used in European poplar breeding programs. Infections in young stems spread throughout the cortical tissue, eventually causing the tissue to split open. These cankers may produce bacterial slime in the fall. The bacterium is also capable of taking advantage of tunnels created by larvae of the cambial miner, Phytobia carbonaria , and spreads through these to form elongated cankers.

Willow watermark disease — Brenneria salicis (formerly Erwinia salicis ) – This vascular pathogen spreads within the xylem of infected trees. All willow ( Salix ) species are more or less susceptible. The bacteria invade the wood of diseased trees, overwintering within the tree and invading new annual rings each year, often by way of feeding tunnels left by insects. The role of insects in local spread of the disease has not been proven. Spread is known, however, to occur as a result of propagation of diseased willow. Found in Japan and Europe (Belgium, Britain, Germany, Netherlands, Austria [reported, but not confirmed]).

Virus and Virus-like Problems

Blackberry yellow vein — Blackberry yellow vein associated virus ( BYVaV ) and Blackberry virus Y . – Blackberry yellow vein disease has emerged in blackberries in the Southern and Southeastern United States causing significant losses and in some cases, plant death. Blackberry yellow vein disease is caused by co-infection of at least two viruses with as many as five viruses detected in symptomatic plants. The virus complex can vary significantly with more than a dozen viruses identified from plants exhibiting these symptoms. Blackberry yellow vein is a disease with symptoms similar to those attributed to Tobacco ringspot virus . Using nematodes to transmit Tobacco ringspot virus from symptomatic plants to blackberry plants free of known viruses showed that plants singly infected with Tobacco ringspot virus are symptomless. Symptoms of blackberry yellow vein disease include progressive leaf vein yellowing, poor fruit flavor, dieback of floricanes, and bush decline. Vein yellowing occurs on floricanes and primocanes, with young leaves on primocanes appearing symptomless. An electron microscopic examination of sap from symptomatic leaf tissue can reveal flexuous rodshaped virus particles, but this is not a suitable means for detection.

Plum pox — Plum pox potyvirus – The disease was found in North America for the first time in 1999 in Pennsylvania and has now been detected in New York and Michigan as well as Ontario and Nova Scotia, Canada. This resulted in an immediate quarantine on U.S. Prunus nursery stock headed for Canada cherry nursery stock was later removed from the quarantine. Surveys for the virus in 2000 and 2006 did not find the virus in the Pacific Northwest nursery industry or cherry orchards. After years of eradication efforts, Pennsylvania was declared free of the virus in 2009, meeting the requirement of three consecutive years of testing negative. Known strains include D, which has been found in Pennsylvania, M (most severe), C (cherry), and Ea (El Amar). Globally, PPV is the most economically important virus of stone fruits. PPV infects all Prunus fruit tree species, almond, and many ornamental trees. In Europe, wild Prunus species are reservoirs of the virus. PPV is transmitted by aphids in a nonpersistent manner and is retained by the aphid for no more than a few hours. Aphids appear to spread the virus not to immediately adjacent trees but to trees several spaces away. Systemic spread of the virus within a tree may take several years in the meantime, the virus may be distributed very irregularly. Long-distance spread is through distribution of infected budwood and nursery stock.

Sheep Pen Hill Disease in New Jersey — New Jersey strain (BlScV-NJ) – Blueberry scorch virus (BBScV) was first observed in a Berkeley blueberry planting near Puyallup, Washington in 1980 and has been observed in western Oregon and Washington (near Puyallup and in Clark County), in the Fraser River Valley of British Columbia in 2000, and Whatcom County in northern Washington in 2012. BlScV with more severe symptoms was reported in British Columbia during the summer of 2000. Based on symptoms, it closely resembles the New Jersey strain of BlScV, known there as ‘Sheep Pen Hill Disease.’ It is appears that the greatest diversity of BlScV is in B.C., suggesting that virus originated there, likely in a native Vaccinium or related species. The New Jersey strain of BlScV causes symptoms in all cultivars except ‘Jersey’, whereas the west coast strain is symptomless in ‘Bluecrop’ and ‘Duke’ as well as several other cultivars. Since BlScV was found throughout the main blueberry production areas of BC, all planting material from BC should be considered suspect and potentially infected with the virus.

Potato cyst nematodes — Globodera pallida and Globodera rostochiensis

Pale Potato Cyst Nematode — Globodera pallida – Wide distribution in potato-growing regions of Europe. It has been reported from South America, Asia, Africa and Newfoundland and was confirmed in Idaho during 2006. The pest was confirmed in seven infested fields totaling 911 acres, within a one-mile radius in Bingham and Bonneville Counties, Idaho. The infested fields, and an area surrounding the fields, were placed under a Federal Domestic Quarantine Order and parallel State Rule in August 2006, establishing restrictions on movement of certain regulated articles from Idaho in order to prevent the spread of G. pallida . As a result of ongoing intensive soil sampling, an additional 20 infested fields have been found in the area. All 27 infested fields lay within an 8.5-mile radius. Fields associated through shared tenancy, farming practices, equipment, and/or shared borders have been extensively surveyed and are also regulated. Very narrow range: potato, tomato, and some weeds.

Golden nematode — Globodera rostochiensis – Although this nematode is not currently on the “100” list, it is a cyst nematode of quarantine importance. It was found in 1965 on the southern portion of Vancouver Island BC. Restrictions have reduced the number of sites that have tested positive but two sites remain infested. The nematode was discovered in the United States near Hicksville, Long Island, NY in 1934 when a farmer noticed a few isolated spots where the vines were stunted and off-color. The nematode had probably been present 20 years in the original field before it was identified. The first infestation outside Long Island was discovered in Steuben County, NY in December 1967. Additional infestations have been discovered since in upper New York State in other counties. Regulations are in effect for the two agricultural counties of Long Island and seven upstate New York counties. Commercial plants infected by this nematode are potato, tomato, and eggplant. Wild plants known to be infected all belong to 90 species of Solanum, several of which are found in this country, but most are found in South America, the indigenous range of the nematode.

Canadian Food Inspection Agency Science Branch . Plant Pest Information. http://www.inspection.gc.ca/english/plaveg/pestrava/pestravae.shtml

The Exotic Forest Pest Information System for North America identifies exotic insects, mites and pathogens with potential to cause significant damage to North American forest resources. http://www.invasive.org/species/list.cfm?id=5

Clean Plant Center of the Northwest. Disease Descriptions. http://ncpn-ft.org/research/

Ogawa, J.M. et al. 1995. Compendium of Stone Fruit Diseases. St. Paul, MN: APS Press.

Parisi, O., Lepoivre, P., and Jijakli, M.H. 2011. Development of a quick quantitative real-time PCR for the in vivo detection and quantification of Peach latent mosaic viroid . Plant Dis. 95:137-142.

Rott, M., Lawrence, T., Belton, M., Sun, F., and Kyle, D. 2010. Occurrence and detection of Globodera rostochiensis on Vancouver Island, British Columbia: An update. Plant Dis. 94:1367-1371.


Agrawal, N. S., C. M. Christensen , and A. C. Hodson . 1957. Grain storage fungi associated with the granary weevil. Jour. Econ. Ent.50: 659–663.

Allard, H. A. 1915. Distribution of the virus of the mosaic disease in capsules, filaments, anthers, and pistils of affected tobacco plants. Jour. Agr. Res.5:251–256.

American Potato Yearbook . 1957. C. S. Macfarland, Publisher, 8 Elm St., Westfield, New Jersey. 79 p.

Anderson, Axel, L. 1952. Development of wheat headblight incited byHelminthosporium sativum. Phytopath.42:453–456.

Anonymous . 1954. Minimum seed certification standards. Int. Crop Improve. Assoc, Publ. 18. 91 p.

-. 1957. Discover dread ‘hoja blanca’ disease in Florida rice plots. Rice Jour.60(11):10.

Athow, Kirk L. , and J. B. Bancroft . 1959. Development and transmission of tobacco ringspot virus in soybean. Phytopath.49:697–701.

Bailey, D. L. 1925. Physiologic specialization inPuccinia graminis avenae Erikss. and Henn. Minn. Agr. Exp. Sta., Tech. Bul. 35. 35 p.

Barker, M. 1951. Bestrijding van de Phomopsisziekte in Zaadwortelen. [Control of the Phomopsis-disease in seedumbels of carrot]. Tijdschr. Plantenziekten57:157–167. [English summary].

Bennett, C. W. , and K. Esau . 1936. Further studies on the relation of the curly top virus to plant tissues. Jour. Agr. Res.53:595–620.

Björlinc, K. 1958. Incidence of beet yellows virus in weeds in Sweden and some notes on differential hosts for strains of the virus. Kung. Vet. Sam. Arsb.1958(2):17–32.

Black, W. 1947. Blight in relation to potato breeding. Ann. Appl. Biol.34:631–633.

Bonde, R. , and E. S. Schultz . 1943. Potato cull piles as a source of lateblight infection. Amer. Potato Jour.20:112–118.

Burton, Clyde L. , and Donald J. DeZeeuw . 1958. Studies on transmission ofVerticillium wilt of eggplant in Michigan. Plant Dis. Rep.42: 427–436.

Calahan, K. L. 1957. Prunus host range and pollen transmission of elm mosaic virus. Diss. Abstr.17(9):1861.

Caldwell, R. M. 1937.Rhynchosporium scald of barley, rye, and other grasses. Jour. Agr. Res.55:175–198.

Cardona-Alvarez, C. , and J. C. Walker . 1956. Angular leaf spot of bean. Phytopath.46:610–615.

Cheo, Pen Ching . 1954. Effect of seed maturation on inhibition of southern bean mosaic virus in bean. Phytopath.45:17–21.

Christensen, J. J. 1922. Studies on the parasitism ofHelminthosporium sativum. Minn. Agr. Exp. Sta., Tech. Bul. 11. 52 p.

Clark, R. V. , and J. G. Dickson . 1958. The influence of temperature on disease development in barley infected byHelminthosporium sativum. Phytopath.48:305–310.

Clarkson, M. R. 1957. Some broad aspects of federal crops regulatory work. Phytopath.47:382–384.

Clinch, Phyllis E. M., J. B. Loughnane , and R. McKay . 1948. Transmission of a disease resembling virus yellows through the ‘seed’ of sugar beet. Nature [London]161(4079): 28–29.

Cole , Jr. Herbert , and Houston B. Couch . 1958. Etiology and epiphytology of northern anthracnose of red clover. Phytopath.48:326–331.

Colhoun, J. , and A. E. Muskett . 1948. A study of the longevity of the seed-borne parasites of flax in relation to the storage of the seed. Ann. Appl. Biol.35:429–434.

Conover, R. A. , and James M. Walter . 1953. The occurrence of a virulent race ofPhytophthora infestans on late blight resistant tomato stocks. Phytopath.43:344–345.

Coons, G. H. 1953. Breeding for resistance to disease. U. S. Dept. Agr., Yearbook “Plant Diseases”1953:174–192.

—. 1953. Some problems in growing sugar beets. U. S. Dept. Agr., Yearbook “Plant Diseases”1953:509–524.

—. 1953. Disease resistance breeding of sugar beets—1918–1952. Phytopath.43:297–303.

Corbett, M. K. 1958. A virus disease of lupines caused by bean yellow mosaic virus. Phytopath.48:86–91.

Cobmack, M. W. 1945. Studies onAscochyta imperfecta, a seed and soil-borne parasite of alfalfa. Phytopath.35:838–855.

Couch, H. B. 1955. Studies on seed transmission of lettuce mosaic virus. Phytopath.45:63–70.

Crafts, A. S. 1951. Movement of assimilates, viruses, growth regulators, and chemical indicators in plants. Bot. Rev.17:203–284.

Crowley, N. C. 1957. Studies on the seed transmission of plant virus diseases. Austral. Jour. Biol. Sci.10:449–464.

—. 1959. Studies on the time of embryo infection by seed-transmitted viruses. Virology8(1):116–123.

Dean, H. S. 1957. What the amendment to the Insect Pest Act of 1905 implies in relation to the layman and to the scientist. Phytopath.47: 384–386.

Dean, Leslie L. , and V. E. Wilson . 1959. A new strain of common bean mosaic in Idaho. Plant Dis. Rep.43:1108–1110.

Decker, P. 1957. Anthracnose of blue lupine is seed-borne. Plant Dis. Rep.31:486.

Desjardins, P. R., R. L. Latterell , and J. E. Mitchell . 1954. Seed transmission of tobacco-ringspot virus in Lincoln variety of soybean. Phytopath.44:86.

Dillon Weston, W.A.R. , and J. F. H. Cronshey . 1947. Clean seed—clean celery. Gt. Brit. Min. Agr., Agriculture54:322–325.

Doolittle, S. P. 1954. The use of wildLycopersicon species for tomato disease control. Phytopath.44:409–414.

Dunnegan, J. C. , and S. P. Doolittle . 1953. How fungicides have been developed. U. S. Dept. Agr, Yearbook “Plant Diseases”1953:115–120.

Dykstra, T. P. 1948. Production of disease-free seed potatoes. U. S. Dept. Agr., Circ.764:64 p.

-, and W. J. Reid , Jr. 1956. Potato growing in the South. U. S. Dept. Agr., Farm. Bul.2098:52 p.

Eddins, A. H. 1945. Transmission and spread of late blight in seed potatoes. Amer. Pot. Jour.22:333–339.

Eslick, R. F. 1953. Yield reductions in Glacier barley associated with a virus infection. Plant Dis. Rep.37:290–291.

Ferrier, Juan B. 1960. The occurrence of angular leaf-spot of sesame in Panama. Plant Dis. Rep.44:221.

Finley, A. M. 1959. Drought spot of lettuce cotyledons. Plant Dis. Rep.43:629–632.

Fischer, G. W. 1944. The blind-seed disease of ryegrass (Lolium spp). in Oregon. [Abst.] Phytopath.34:934.

Fitzgerald, Paul J. , and R. G. Timian . 1960. Effect of barley stripe mosaic on wheat. Plant Dis. Rep.44:359–361.

Fry, P. R. 1953. Two virus diseases of gladiolus. New Zeal. Jour. Sci. & Technol. EIN.34:460–464.

Fulton, N. D. , and Katharina Bollenbacher . 1959 Pathogenicity of fungi isolated from diseased cotton seedlings. Phytopath.49:684–689.

Grogan, R. G. , and R. Bardin . 1950. Some aspects concerning seed transmission of lettuce mosaic virus. [Abst.] Phytopath.40:965.

—, J. E. Welch , and R. Bardin . 1951. The use of mosaic-free seed in controlling lettuce mosaic. [Abst.] Phytopath.41:939.

Halisky, P. M., B. R. Houston , and A. R. Magie . 1960. Alfalfa mosaic virus in white clover and potatoes. Plant Dis. Rep.44:120–125.

Hamilton, D. G. , and W. C. Broadfoot . 1947. The newHelminthosporium blight of oats found in Ontario. Sci. Agr.27:446–447.

Hampton, R. E., W. H. Sill , Jr., and E. D. Hansing . 1957. Barley stripe mosaic virus in Kansas and its control by a greenhouse seedlot testing technic. Plant Dis. Rep.41:735–740.

Hartman, R. E. 1955. Potato wart eradication program in Pennsylvania. Amer. Pot. Jour.32:317–326.

Hedges, F. 1944. Association ofXanthomonas phaseoli and the common bean-mosaic virus,Marmor phaseoli. I. Effect on pathogenecity of the seed-borne infective agents. Phytopath.34:662–693.

Heidrick, L. E. 1955. Late blight resistance—present status. Phytopath.45:250–251.

Heinze, K. 1942. Die Feldbereinigung bei Sojakulturen als Schutzmassnahme gegen die Ausbreitung des virösen Sojamosaiks. Vorl. Mitt. Field sanitation in soybean plantings as a prophylactic measure against the spread of the soybean mosaic virus] [Preliminary note]. Züchter14:254–258.

James, N., J. Wilson , and E. Stark . 1946. The microflora of stored wheat. Canad. Jour. Res., C.24:224–233.

Johnson, E. M. , and W. D. Valleua . 1933. Black-stem of alfalfa, red clover and sweet clover. Ky. Agr. Exp. Sta., Bul.339:57–82.

Jones, John P. 1959. Purple strain of soybean seeds incited by severalCercospora species. Phytopath.49:430–432.

Jones, L. K. 1944. Streak and mosaic ofCineraria. Phytopath.34:941–953.

Jones, L. R. 1924. The relation of environment to disease in plants. Amer. Jour. Bot.11:601–609.

Kadow, K. J. 1934. Seed transmission ofVerticillium wilt of eggplants and tomatoes. Phytopath.24:1265–1268.

Kahn, R. P. 1956. Seed transmission of the tomato-ringspot virus in the Lincoln variety of soybeans. Phytopath.46:295.

—, and J. L. Libby . 1958. The effect of environmental factors and plant age on the infection of rice by the blast fungus,Piricularia oryzae. Phytopath.48:25–30.

Kassanis, B. 1947. Studies on dandelion yellow mosaic and other virus diseases of lettuce. Ann. Appl. Biol.34:412–421.

Kendrick, E. L. , and Laurence H. Purdy . 1959. Influence of environmental factors on the development of wheat bunt in the Pacific Northwest. II. Effect of soil temperature and soil moisture on infection by seed borne spores. Phytopath.49:433–434.

Kernkamp, M. F. , and G. A. Hemerick . 1953. The relation ofAscochyta imperfecta to alfalfa seed production in Minnesota. Phytopath.43: 378–383.

Kilpatrick, R. A. , and E. E. Hartwick . 1955. Effect of planting date on incidence of fungus infection of Ogden soybean seeds grown at Walnut Hill, Florida. Plant Dis. Rep.39:174–176.

—. 1957. Fungi associated with the flowers, pods, and seeds of soybeans. Phytopath.47:131–135.

Klein, H. Harvey . 1959. Etiology of thePhytophthora disease of soybeans. Phytopath.49:380–383.

Klesser, P. J. 1953. Virus diseases of lupines. Farming in South Africa.28:347–350.

Klotz, L. J., T. A. DeWolfe and PoPing Wong . 1957. Guard against introducing brown rot fungi. Calif. Citrog.42:258.

Kreitlow, K. W. and O. J. Hunt . 1958. Effect of alfalfa mosaic and bean yellow mosaic viruses on flowering and seed production of Ladino white clover. Phytopath.48:320–321.

Leach, Charles M. 1960. Phytopathogenic and saprophytic fungi associated with forage legume seed. Plant Dis. Rep.44:364–369.

Leach, J. G. , and C. F. Bishop . 1946. Purple-top wilt (blue stem) of potatoes. W. Va. Agr. Exp. Sta., Bul.326:35 p.

Leach, L. L. 1947. Growth rates of host and pathogen as factors determining the severity of preemergence damping off. Jour. Agr. Res.75:161–179.

Leppik, Elmar, E. 1960.Cercospora traversiana and some other pathogens of fenugreek new to North America. Plant Dis. Rep.44:40–44.

Levine, M. N. 1923. A statistical study of comparative morphology of biologic forms ofPuccinia graminis. Jour. Agr. Res.24:539–568.

Lloyd, A. B. 1959. The transmission ofPhoma lingarm (Tode) Desm. in the seeds of swede, turnip, chou, moellier, rape, and kale. New Zeal. Agr. Res.2(4):649–658.

Lombard, P. M., B. E. Brown , and T. P. Dykstra . 1948. Potato production in the northeastern, and north central states. U. S. Dept. Agr., Farm. Bul.1958:70 p.

Loughnane, J. B. 1946. A seedling disease of flax caused byMacrosporium sp. Nature [London]157(3983): 266.

Mackie, W. W., W. C. Snyder and F. L. Smith . 1945. Production in California of snap-bean seed free from blight and anthracnose. Calif. Agr. Exp. Sta., Bul.689:23 p.

Mastenbroek, C. 1942. Enkele veldwaarnemingen over virusziekten van lupine en een onderzoek over haar mozaïkziekte. Tijds. Plantenziekten48:97–118.

McLean, A. P. D. 1957. Triteza virus of citrus: evidence for absence of seed transmission. Plant. Dis. Rep.41:821.

McCubbin, W. A. 1954. “The plant quarantine problem.” Copenhagen. Published by Ejnar Munksgaard, Copenhagen, 1954. 255 p.

McKinney, H. H. 1951. A seed-borne virus causing false-stripe symptoms in barley. Plant Dis. Rep.35:48.

McLean, D. M. 1948. A seed-borne bacterial cotyledon spot of squash. Plant Dis. Rep.42:425–426.

Menzies, J. D. 1952. Observations on the introduction and spread of bean diseases into newly irrigated areas of the Columbia basin. Plant Dis. Rep.36:44–47.

—. 1954. Plant disease observations in the irrigated areas of central Washington during 1953. Plant Dis. Rep.38:314–315.

Miller, P. R. 1953. The effect of weather on diseases. U. S. Dept. Agr., Yearbook “Plant Diseases”1953:83–93.

Mills, W. R. , and John S. Niederhauser . 1953. Observations on races ofPhytophthora infestons in Mexico. Phytopath.43:454–455.

Milner, M., C. M. Christensen , and W. F. Geddes . 1947. Grain storage studies. VI. Wheat respiration in relation to moisture content, mold growth, chemical deterioration, and heating. Cereal Chem.24:182–199.

———. 1947. Grain storage studies. VII. Influence of certain mold inhibitors on respiration of moist wheat. Cereal Chem.24:507–517.

—, B. Warshowsky, I. W. Tervet , and W. F. Geddes . 1943. The viability, chemical composition and internal microflora of frostdamaged soybeans. Oil & Soap20:256–268.

Moore, W. C. 1946. Seed-borne diseases. Ann. Appl. Biol.33:228–231.

Murakishi, H. H. 1952. Transmission of a leaf mosaic associated with color break in the flowers ofDendrobium superbum Reichb. f. Phytopath.42:339–340.

Muskett, A. E. and J. Colhoun . 1946. Seedborne diseases of flax and their control. Ann. Appl. Biol.33:331–333.

Neergaard, P. 1958. Mycelial seed infection of certain crucifers bySclerotinia sclerotiorum (Lib.) D By. Plant Dis. Rep.42:1105–1106.

Nelson, R. 1932. Investigations in the mosaic disease of bean (Phaseolus vulgaris L.). Mich. Agr. Exp. Sta., Tech. Bul. 118. 71 p.

—, Javier Cervantes , and Leopoldo Servin . 1954. Late blight in Mexico and its implications. Phytopath.44:406–408.

Niederhauser, J. S. , and W. R. Mills . 1953. Resistance ofSolanum species toPhytophthora infestans in Mexico. Phytopath.43:456–457.

Noble, M. 1956. Cereal seed health. Results of a laboratory seed survey. Scot. Agr.36:86–90.

—, J. de Tempe , and Paul Neergaard . 1958. An annotated list of seed-borne diseases. Commonwealth Mycological Institute, Kew, England. 159 p.

Ohms, R. E. , and W. M. Bever . 1955. Types of seedling reaction of Kawvale and Wabash winter wheat to three physiological races ofUstilago tritici. Phytopath.45:513–516.

Orozco-Sarria, S. H. , and C. Cardona-Alvarez . 1959. Evidence of seed transmission of angular leaf spot of bean. Phytopath.49:159.

Oswald, J. W. 1950. A strain of the alfalfa-mosaic virus causing vine and tuber necrosis in potato. Phytopath.40:973–991.

-, A. Rozendaal , and J. P. H. van der Want . 1954. The alfalfa mosaic virus in the Netherlands, its effect on potato and a comparison with the potato aucuba mosaic virus. 2nd Conf. Potato Virus Diseases, Wageningen-Lisse, 25–229. June,1954 Proa:p. 137–146.

Papavizas, G. C. , and C. M. Christensen . 1957. Grain storage studies. XXV. Effect of invasion by storage fungi upon germination of wheat seed and upon development of sick wheat. Cereal Chem.34:350–359.

Phillips, M. , and M. J. Goss . 1935. Composition of the leaves and stalks of barley at successive stages of growth, with special reference to the formation of lignin. Jour. Agr. Res.51:301–319.

Plant pathology section. 1945. Canad. Dept. Agr., Rep.1944-5: 29–34.

Potato Handbook. 1956. Seed certification issue. The Potato Association of America, New Brunswick, New Jersey. 72 p.

Pound, G. S. 1946. Diseases of cabbage plants grown for seed in western Washington. Wash. Agr. Exp. Sta., Bul.475: 27 p.

Qasem, S. A. , and C. M. Christensen . 1958. Influence of moisture content, temperature, and time on the deterioration of stored corn by fungi. Phytopath.48:544–549.

Racicot, H. N. 1945. A sound policy for the control of bacterial ringrot. in Canada. Canada. Dept. Agr., Sci. Serv., Div. Bot. & Plant Path., Contr.806:1–8.

Rader, W. E., H. F. Fitzpatrick , and E. M. Hildebrand . 1947. A seedborne virus of muskmelon. Phytopath.37:809–816.

Ramstad, P. E. , and W. F. Geddes . 1942. The respiration and storage behavior of soybeans. Minn. Agr. Exp. Sta., Tech. Bul.156:54 p.

Raniere, L. C. , and D. F. Crossman . 1959. The influence of overhead irrigation and microclimate ofColletotrichum phomoides. Phytopath.49:72–74.

Reddick, D. 1939. Scab immunity. Amer. Pot. Jour.16:71–74, 76.

—, and Willard Crosier . 1933. Biological specialization inPhytophthora infestans. Amer. Pot. Jour.10:129–134.

—, and Wilford Mills . 1938. Building up virulence inPhytophthora infestans. Amer. Pot. Jour.15:29–34.

Reed, H. E. 1957. Studies on barley scald. Tenn. Agr. Exp. Sta., Bul. 268. 43 p.

[Anonymous]. Relationship of potato races ofPhytophthora infestans and genes for resistance. 1954. Amer. Pot. Jour.31:238–239.

Riker, A. J. 1957. The discovery of important diseases before they move from one country to another. Phytopath.47:388–389.

Roland, G. 1948. La transmission du virus de la jaunisse de la betterave par la semence. [Seed transmission of beet yellows virus]. Parasitica4:30.

Sallans, H. R., G. D. Sinclair , and R. K. Larmour . 1944. The spontaneous heating of flax seed and sunflower seed stored under adiabatic conditions. Canad. Jour. Res. F.22:181–190.

Schwinghamer, E. A. 1956. Physiological specialization inColletotrichum linicolum. Phytopath.46:300–305.

Semeniuk, G., C. M. Nagel , and J. C. Gilman . 1947. Observations on mold development and on deterioration in stored yellow dent shelled corn. Ia. Agr. Exp. Sta., Res. Bul.349:225–284.

Severin, Henry H. P. 1934. Weed host range and overwintering of curly-top virus. Hilgardia8:263–280.

Simpson, G. W. , and W. F. Porter . 1944. A roguing service for producers of foundation seed potatoes. Maine Agr. Exp. Sta., Misc. Pub.584:1–21.

Singh, G. P., D. C. Arny , and G. S. Pound . 1960. Studies on the stripe mosaic of barley, including effects of temperature and age of host on disease development and seed infection. Phytopath.50:290–296.

Skoropad, W. P. 1959. Seed and seedling infection of barley byRhynchosporium secalis. Phytopath.49:623–626.

Small, T. 1944. Dry rot of potato (Fusarium caeruleum (Lib.) Sacc). Investigation on the sources and time of infection. Ann. Appl. Biol.31:290–295.

Smith, F. F. , and P. Brierley . 1948. Aphid transmission of lily viruses during storage of the bulbs. Phytopath.38:841–844.

Smith, R. W. , and D. F. Crossan . 1958. The taxonomy, etiology and control ofColletotrichum piperatum (E. & E.) E. & H. andColletotrichum capsici (Syd.) B. & B. Plant Dis. Rep.42:1099–1103.

Stakman, E. C. 1954. Recent studies of wheat stem rust in relation to breeding resistant varieties. Phytopath.44:346–351.

—. 1954. People, pathogens, and progress in international disease control. Phytopath.44:421.

—, and J. J. Christensen . 1953. Problems of variability in fungi. U. S. Dept. Agr., Yearbook “Plant Diseases”1953:35–62.

—, and F. J. Piesmeisel . 1917. Biologic forms ofPuccinia graminis on cereals and grasses. Jour. Agr. Res.10:429–496.

-, and D. M. Stewart . 1952. Physiological races ofPuccinia graminis in the United States in 1951. U. S. Bur. Ent. & Plant Quar. 8 p.

-, and -. 1953. Physiological races ofPuccinia graminis in the United States in 1952. U. S. Bur. Ent. & Plant Quar. 11 p.

-, and -. 1954. Physiological races ofPuccinia graminis in the United States in 1953. U. S. Agr. Res. Serv. 9 p.

Starr, G. H. 1947. The longevity ofCorynebacterium sepedonicum on potato bags when placed under different environmental conditions. Amer. Pot. Jour.24:177–179.

Stevenson, F. J. , and C. F. Clark . 1938. The Sebago potato, a new variety resistant to late blight. U. S. Dept. Agr., Circ. 503. 7 p.

—, E. S. Schultz, R. V. Akeley , and L. C. Cash . 1952. Late blight immunity in the potato. Phytopath.42:277–280.

Symposium of seed-borne diseases. 1944. Canad. Phytopath. Soc, Proc.12:18–21.

Tapke, V. F. 1949. Further studies on barley powdery mildew (Erysiphe graminis hordei). Phytopath.39:505.

Taubenhaus, J. J. 1936.Verticillium wilt of cotton. Texas Agr. Exp. Sta., Ann. Rep.49:111.

Tervet, I. W. 1945. The influence of fungi on storage, on seed viability and seedling vigor of soybeans. Phytopath.35:3–15.

Thaung, M. M. , and J. C. Walker . 1957. Studies on bacterial blight of lima bean. Phytopath.47:413–417.

Thomas, C. A. 1960. Relations of variety, temperature, and seed immaturity to pre-emergence damping-off of castorbean. Phytopath.50: 473–474.

Thomas , Jr., W. D. , and R. W. Graham . 1951. Seed transmission of red node virus in pinto beans. Phytopath.41:959–962.

Thomason, I. J. , and J. G. Dickson . 1960. Influence of soil temperature on seedling blight of smooth bromegrass. Phytopath.50:1–7.

Tims, E. C. 1944. Some diseases of onions grown for seed in Louisiana. Plant Dis. Rep.28:633–634.

Tuite, John . 1960. The natural occurence of tobacco ringspot virus. Phytopath.50:296–298.

Van Hoof, H. A. 1959. Seed transmission of lettuce mosaic virus inLactuca serriola. Tijds. Plantenziekten65:44–46.

Van Stevenick, R. F. M. 1957. Influence of pea-mosaic virus on the reproductive capacity of yellow lupine. Bot. Gaz.119(2):63–70.

Vanterpool, T. C. 1960. The ringspot disease of rape in an inland parkland region. Plant Dis. Rep.44:362–363.

Vasudeva, R. S. , and M. S. Pavgi . 1945. Seed transmission of melon mosaic virus. Curr. Sci.14:271–272.

—, S. P. Raychaudhuri , and P. S. Pathanian . 1948. Yellow mosaic of lettuce. Curr. Sci.17:244–245.

Waggoner, P. E. , and J. R. Wallin . 1952. Variation in pathogenicity among isolates ofPhytophthora infestans on tomato and potato. Phytopath.42:645–648.

Wagnon, H. Keith, J. A. Traylor, H. E. Williams , and J. H. Weinberger . 1960. Observations on the passage of peach necrotic leaf spot and peach ring spot viruses through peach and nectarine seeds and their effects on the resulting seedlings. Plant Dis. Rep.44:117–119.

Walker, J. C. 1948. Vegetable seed treatment. Bot. Rev.14:588–601.

Wallace, H. A. H. 1959. A rare seed-borne disease of wheat caused byPodosporiella verticillata. Canad. Jour. Bot.37:509–515.

Weiss, Freeman, C. R. Orton , and R. E. Hartman . 1923. Investigations of potato wart. U. S. Dept. Agr., Bul. 1156. 22 p.

Wheeler, W. H. 1957. The movement of plant pathogens. Phytopath.47:386–388.

Wilson, M. Mary Noble , and Elizabeth G. Gray . 1948. The blind seed disease of rye-grass and its causal fungus. Trans. Roy. Soc. Edinb.61:327–340.

Wilson, R. D. 1947. Rainfall in relation to the production of bean seed free of the bacterial blight diseases. Agr. Gaz. New So. Wales58: 15–20.

Wood, R. K. S. , and M. Tveit . 1955. Control of plant diseases by the use of antagonistic organisms. Bot. Rev.21:441–483.

Wyllie, Thomas, D. , and Clyde M. Christensen . 1959. Influence of moisture content and temperature upon mold invasion and germination of stored wheat. Plant Dis. Rep.43:764–767.

Younkin, S. G. 1944. Suscept range of the potato yellow dwarf virus. Cornell Univ. Abst. Thesis: 354–356.

Zaumeyer, W. J. 1930. The bacterial blight of beans caused byBacterium phaseoli. U. S. Dept. Agr., Tech. Bul. 186. 36 p.

Zink, F. W., R. G. Grogan , and R. Bardin . 1957. The comparative effect of mosaic-free seed and roguing as a control for common lettuce mosaic. Proc. Amer. Soc. Hort. Sci.70:277–280.


Schau das Video: Maschenbilder #83 - ein Wild Rabbit happelt durch die Knitzone..


Vorherige Artikel

Eine interessante Neuheit des Kartoffelmarktes: die Sorte Barin

Nächster Artikel

Pflege von Begonien: Wachstumstipps und jährliche Pflege von Begonien